1．用細胞培養(yǎng)液等量混合效應細胞和靶細胞，30℃水浴10分鐘。室溫中250×g離心5分鐘，去上清液。同量靶細胞不加效應細胞同樣處理作為對照。
2．用少量細胞培養(yǎng)液輕輕懸浮細胞，吸管上下吹打5～6次。這一分散細胞的步驟關系到試驗的準確性和重復性，應當設法保持技術的一致性。取少許細胞懸液，稀釋后直接在顯微鏡下計數(shù)效應細胞和靶細胞的結合率，即平均每100各淋巴細胞中結合了靶細胞的效應細胞的數(shù)目。
3．其余的細胞懸液與等量液態(tài)（37℃）的0.5％低熔點瓊脂糖混合均勻，鋪在培養(yǎng)皿中，厚度≤2mm。固化后小心加入適量細胞培養(yǎng)液覆蓋瓊脂糖層，置37℃ 5％ CO2的飽和水汽二氧化碳培養(yǎng)箱中培養(yǎng)1～4小時。
4．吸去培養(yǎng)液，加入適量0.1％臺盼藍覆蓋瓊脂糖層，室溫染色5分鐘。吸去染色液，加入適量0.2％甲醛覆蓋瓊脂糖層，室溫固定5分鐘。
5．在顯微鏡下死亡細胞呈藍色，計數(shù)靶細胞的死亡率。靶細胞的自發(fā)死亡率可以從經(jīng)同樣處理的靶細胞對照培養(yǎng)皿中測得。如區(qū)分效應細胞和靶細胞有困難，可以用雙醋酸熒光素染色加以區(qū)分。鏡下計數(shù)。